Гистопатологические изменения стенки слепой кишки лошадей при паразитировании циатостом

Цель исследований – охарактеризовать гистопатологические изменения стенки слепой кишки лошадей при естественном заражении циатостомами (малыми стронгилидами).

Материалы и методы. Проведено наблюдательное поперечное исследование на материале от трёх 12-месячных лошадей мясного направления с естественной инвазией циатостомами. После убоя проведено неполное гельминтологическое вскрытие с визуальной оценкой и отбором образцов тканей слепой кишки. Подсчитывали число инцистированных личинок на 1 см² слизистой оболочки. Гистологические срезы, окрашенные гематоксилином и эозином, исследовали с помощью световой микроскопии, проводя морфометрический анализ кист, воспалительного инфильтрата и фиброзных изменений.

Результаты и обсуждение. Личинки формируют кисты (в среднем, 6 экз./см²) в подслизистом и слизистом слоях слепого кишечника. Гистологическое исследование образцов слепой кишки выявило широкий спектр тканевых реакций, варьирующих от острых воспалительных изменений до выраженной хронической перестройки. Ранние поражения включали отёк слизистой оболочки, десквамацию эпителия и эозинофильно-лимфоцитарную инфильтрацию вокруг тонкостенных слизистых кист. Хронические изменения характеризовались формированием плотных фиброзных капсул (до 335,9 мкм), пролиферацией фибробластов, усилением ангиогенеза и гиперплазией лимфоидных фолликулов, что отражает длительную антигенную стимуляцию. Гетерогенность строения кист указывает на одновременное присутствие острых и хронических очагов в пределах одного участка стенки кишки. Полученные данные могут быть использованы при комплексной оценке воспалительных, фиброзных и сосудистых изменений для понимания патогенеза заболевания, совершенствования диагностических критериев и оценки эффективности противопаразитарной терапии.

1. Василевич Ф. И., Арисов М. В., Вишневская А. Ю. Гистологическое исследование тканей и внутренних органов у кроликов при экспериментальном заражении личинками Trichinella spiralis // Российский паразитологический журнал. 2024. Т. 18. № 4. С. 398–409. https://doi.org/10.31016/1998-84352024-18-4-398-409

2. Дёмкина О. В., Халиков М. С., Халиков С. С., Варламова А. И., Турсунов Т. Т. Повышение эффективности дегельминтизации лошадей при стронгилятозах с использованием супрамолекулярных комплексов фенбендазола // Российский паразитологический журнал. 2025. Т. 19, № 3. С. 372-384. https://doi.org/10.31016/1998-8435-2025-19-3-372-384

3. Макаров И. Ю. Барабаш Р. А. Морфологическая характеристика клеточно-тканевых реакций при туберкулезной инфекции, вызванной лекарственноустойчивыми штаммами // Бюллетень физиологии и патологии дыхания. 2018. № 67. С. 93-101. https://doi.org/10.12737/article_5a9f2c1d9397c5.08336138

4. Панова О. А., Архипов И. А., Баранова М. В., Хрусталев А. В. Проблема антигельминтной резистентности в коневодстве // Российский паразитологический журнал. 2022. Т. 16, № 2. С. 230–242. https://doi.org/10.31016/1998-8435-2022-16-2-230-242

5. Панова О. А., Курносова О. П., Хрусталев А. В., Арисов М. В. Методы копрологической диагностики паразитозов животных // Российский паразитологический журнал. 2023. Т. 17, № 3. С. 365–377. https://doi.org/10.31016/1998-8435-2023-17-3-365377

6. Стаффорд В. В. Гистологический метод диагностики гетеракидоза у кур // Российский паразитологический журнал. 2024. Т. 18. № 2. С. 179–186. https://doi.org/10.31016/1998-8435-2024-18-2-179-186

7. Collobert-Laugier C., Hoste H., Sévin C., Chartier C., Dorchies P. Mast cell and eosinophil mucosal responses in the large intestine of horses naturally infected with cyathostomes. Veterinary Parasitology. 2002; 2; 107 (3): 251-64. https://doi.org/10.1016/s0304-4017(02)00119-x

8. Hellman S., Martin F., Tydén E., Sellin M. E., Norman A., Hjertner B., Svedberg P., Fossum C. Equine enteroid-derived monolayers recapitulate key features of parasitic intestinal nematode infection. Veterinary Research. 2024; 55 (1): 25. https://doi.org/10.1186/s13567-024-01266-1

9. Matthews J. B., Peczak N., Lightbody K. L. Th e Use of Innovative Diagnostics to Inform Sustainable Control of Equine Helminth Infections. Pathogens. 2023; 12 (10): 1233. https://doi.org/10.3390/pathogens12101233

10. Nielsen M. K., Loynachan A. T., Jacobsen S., Stewart J. C., Reinemeyer C. R., Horohov D. W. Local and systemic infl ammatory and immunologic reactions to cyathostomin larvicidal therapy in horses. Veterinary Immunology and Immunopathology. 2015; 168 (3-4): 203-210. https://doi.org/10.1016/j.vetimm.2015.09.009

11. Nielsen M. K., Martin A. N., Scare J. A., Steuer A. E. Precision and spatial variation of cyathostomin mucosal larval counts. Veterinary parasitology. 2021; 290: 109349. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2021.109349

12. Steinbach T., Bauer C., Sasse H., Baumgärtner W., Rey-Moreno C., Hermosilla C., Damriyasa I. M., Zahner H. Small strongyle infection: consequences of larvicidal treatment of horses with fenbendazole and moxidectin. Veterinary Parasitology. 2006; 139 (1-3): 115-131. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2006.03.028

13. Steuer A. E., Loynachan A. T., Nielsen M. K. Evaluation of the mucosal infl ammatory responses to equine cyathostomins in response to anthelmintic treatment. Veterinary Immunology and Immunopathology. 2018; 199: 1-7. https://doi.org/10.1016/j.vetimm.2018.02.011

14. Walshe N., Duggan V., Cabrera-Rubio R., Crispie F., Cotter P., Feehan O., Mulcahy G. Removal of adult cyathostomins alters faecal microbiota and promotes an infl ammatory phenotype in horses. International journal for parasitology. 2019; 49 (6): 489-500. https://doi.org/10.1016/j.ijpara.2019.02.003

15. Walshe N., Mulcahy G., Crispie F., Cabrera-Rubio R., Cotter P., Jahns H., Duggan V. Outbreak of acute larval cyathostominosis – A "perfect storm" of infl ammation and dysbiosis. Equine Veterinary Journal. 2021; 53 (4): 727-739. https://doi.org/10.1111/evj.13350

16. Walshe N., Mulcahy G., Hodgkinson J., Peachey L. No Worm Is an Island; Th e Infl uence of Commensal Gut Microbiota on Cyathostomin Infections. Animals (Basel). 2020; 10 (12): 2309. https://doi.org/10.3390/ani10122309

17. Zynda H. M., Scare J. A., Steuer A. E., Anderson H. P., Nielsen M. K. Encysted cyathostomin larval counts: Mucosal digestion revisited. Veterinary parasitology. 2019; 273: 86-89. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2019.08.009